На протяжении последних пяти лет стремительное развитие в медицине получили технологии прижизненной визуализации с помощью молекулярных зондов (наночастиц), которые коснулись также исследований роли высокоспециализированных наносистем для молекулярного контрастирования как клеточных, так и генных мишеней [7, 34, 59]. Развитие нанотехнологий привело к детальному изучению молекулярных звеньев патогенеза многих заболеваний человека и позволило, с молекулярно-клеточных позиций, дать современное толкование отдельных патологических процессов, в том числе воспаления, ангиогенеза, тромбообразования и апоптоза [21, 38, 77]. С одной стороны, усовершенствование стратегий усиления индуцируемых диагностических сигналов в тканях формировалось за счет оптимизации таких визуализирующих модальностей, как ядерный [16], оптический [4], ультразвуковой [2], рентгеновский и магнитнорезонансный [3, 6] форматы томографического изображения. С другой – отмечено расширение поиска синтетических контрастных наночастиц, тропных к биомаркерным молекулам – мишеням, необходимым для проведения процедур прижизненной молекулярной визуализации в условиях клиники [50, 77].

В данном аналитическом исследовании основное внимание сосредоточено на развитии соответствующих визуализирующих методик и новых наносистем с целью их последующего применения для прижизненного контрастирования внутриклеточных процессов на молекулярном уровне в условиях кардиологической клиники.

Нанотехнологии - основа молекулярной диагностики в кардиологии

Нанотехнологии - это современные методы создания и использования специальных биологических материалов и их комбинированных аналогов в составе молекулярных ансамблей в масштабе отдельных клеток, клеточных органелл или транспортерных белоксодержащих комплексов с размерами 5-500 нм.

Специфическая организация подобных наноструктур предполагает наличие у них уникальных химических и биологических свойств на основе молекулярных взаимодействий, происходящих на их поверхности. При этом, синтетические наноструктуры могут создаваться с помощью методов как химического разделения, так и наращивания молекулярных конструкций [60].

Все молекулярные зонды разделены на несколько классов наночастиц. Липосомы - это одно- или многослойные микровезикулярные структуры диаметром от 50-700 нм, окруженные липидным биослоем, они хорошо известны как переносчики различных лекарственных препаратов. Применение липосом в качестве агентов для молекулярной визуализации позволило достигнуть существенного усиления томографического изображения в ультразвуковом и магнитнорезонансном форматах [25, 70].

Эмульсии - химически отличные от липосом наноструктуры, которые содержат маслянистые везикулы в водной фазе со стабилизирующими молекулами-сурфактантами, для поддерживания их формы и размеров. Перфлюороуглеродсодержащие эмульсии (размеры наночастиц 200-400 нм) получили распространение при формировании молекулярного изображения в магнитнорезонансном, ультразвуковом, флуоресцентном, ядерном и рентгеновском томографических визуализирующих форматах [50, 75, 76]. Например, инкорпорирование значительного количества парамагнитных комплексов гадолиния (более 50000) внутрь водоэмульсионных наночастиц обеспечивало надежное усиление магнитных сигналов при проведении магнитнорезонансной визуализации фибрина в строго очерченных участках предполагаемого разрыва фиброзной покрышки атеросклеротической бляшки венечного сосуда, благодаря использованию данного парамагнитного экстраклеточного контраста [27, 78]. Использование технологии укрупнения (“botton up”) рекомбинантных мицеллярных микрочастиц, в том числе липопротеинов низкой и высокой плотности, позволило осуществить процедуру молекулярной визуализации рецепторных реакций, участвующих в атерогенезе [29, 56].

Полимеры (размеры наночастиц 40-200 нм) представляет собой достаточно “гибкие” конструктивные биологические элементы для молекулярной сборки диагностических зондов и лечебных транспортерных конструкций [31]. Полимеры, синтезированные на основе полигидроксикислот (в том числе ”polylactic acid” и ”ро1у-D,L-lactide-coglycolide”), были исследованы в качестве лекарственных и генных транспортеров [9, 46]. Наряду с этим, дендримеры (или “каскадные” полимеры) с глобулярной структурой молекул, а также парамагнитные полиамидоаминовые и диаминобутановые дендримеры обладают хорошей магнетизацией при приведении магнитнорезонансной визуализации [45, 69]. Широкий спектр пространственной геометрии поверхности дендримерных наночастиц способствует формированию большого количества их функциональных участков для взаимодействия со многими лекарственными препаратами, визуализирующими соединениями, а также лигандными молекулами-мишенями.

Металлические микрочастицы, в частности суперпарамагнитные (на основе окиси железа) наноструктуры, с размерами от 15-60 нм при соединении с декстраном, фосфолипидами или другими соединениями, могут тормозить агрегацию тромбоцитов и восстанавливать процесс дестабилизации атеросклеротической бляшки, а также, связываясь с макрофагами атеросклеротически измененной стенкой сосуда, способны усиливать визуализацию участков локального воспаления при магнитнорезонансном сканировании. Обладая длительным периодом циркуляции (24 ч и более) эти наночастицы также могут быть использованы в качестве молекул для выявления уязвимых атеросклеротических бляшек. Другие металлсодержащие биоконструкции, к которым относятся наноструктуры, несущие на своей поверхности микрочастицы золота, имеющие размеры до 120 нм в диаметре, нашли применение в программах молекулярной визуализации и терапии [58].

Углеродсодержащие наноструктуры, такие как, сравнительно недавно открытые, нанотубы и фулерены (диаметр 4 нм) широко применяются для диагностики состояния поверхностных белков клеточных мембран, а также в качестве визуализирующих молекул на торцовой поверхности оптических биосенсоров при проведении диагностического флюоресцентного сканирования в ближней инфракрасной области спектра с целью молекулярной визуализации процесса фагоцитоза [12, 20].

И наконец, наноструктуры с диаметром 2-8 нм, так называемые GD ("quantum dots") конструкции, включают полупроводниковые частицы, в том числе селенид цинка, и отличаются достаточно стабильными флуоресцентными характеристиками для использования различных световых потоков с целью возбуждения свечения накопивших их внутриклеточных структур клетки [30].

Возможности высокоселективной прижизненной визуализации молекулярных, клеточных и тканевых структур атеросклеротических бляшек

В основе разрушения бляшки лежит депозиция фибрина. Однако не только с депозицией фибрина связан запуск эрозивного процесса разрушения атеросклеротической поверхности. Этот процесс также связывают с внутрибляшечными геморрагиями и с растрескиванием покрышки уязвимой атеросклеротической бляшки. Диагностика разрушенной бляшки связана с процессом депозиции фибрина на ее поверхности или в области микротрещин ее покрышки, который часто сопровождается стенозом высоких градаций, определяемым на коронароангиограмме.

Возможности прижизненной визуализации фибрина на поверхности атеросклеротической бляшки методом формирования наночастицами усиленного ультразвукового и магнитнорезонансного изображения впервые были продемонстрированы Lanza и соавторами в 1996 г. [53]. При этом использовались фрагменты антител с присоединенными к ним лигандными молекулами, обладающие специфичностью к полученному связыванию пептидными кольцевыми фрагментами молекул фибрина, которые в свою очередь комплексировались с частицами авидин-биотинового комплекса или присоединялись ковалентными связями к функционирующим наночастицам, выступающим в качестве тканевых мишеней [51, 54]. Последующую успешную ультразвуковую визуализацию локального микротромбирования удалось увести через 30 мин с применением ультразвукового (7,5 МГц) излучателя [53].

Сравнительно недавно получены новые данные визуализации количественных изменений уровней экспрессии тканевого фактора (протромботический трансмембранный гликопротеин) в пределах атеросклеротической бляшки, как результат послетравматического стент-ассоциированного процесса рестеноз-зависимого митогенеза, методами прижизненного ультразвукового и магнитнорезонансного сканирования [50, 60].

Эхогенность липосом, инициирующих возникновение ультразвуковых сигналов наряду с контрастными наночастицами и эмульсиями, сравнивалось на поверхности жидкости и билипидного слоя. Так, Hamilton и соавторы [32, 33] применяли липосомы в качестве наночастиц-мишеней для диагностики процессов внутрисосудистого микротромбообразования, а также – воспаления при атерогенезе. Процесс связывания молекулярной метки с молекулами межклеточной адгезии-1 (IСАМ-1), сосудистой адгезии-1 (VСАМ-1), фибриногена и тканевого фактора зарегистрирован на пятой минуте после внутривенного введения липосом. Магнитнорезонансная визуализация (VСАМ-1) была успешно осуществлена также благодаря использованию процедуры мечения аполипопротеина Е в эндотелии аорты суперпарамагнитными наночастицами [42].

В процессе магнитнорезонансного исследования при использовании перфлюороуглеродных наночастиц, содержащих от 50-9000 атомов гадолиния в каждой частице, достигнуто существенное повышение сигналов магнетизации при 1,5 Т магнитнорезонансном сканировании, в условиях как in vivo, так in vitro [52, 76]. Кроме того, обнаружение участков повреждения атеросклеротических бляшек стало возможным благодаря прицельной фиксации наночастиц в зоне покрышки у больных с симптоматическими транзиторными ишемическими атаками, ишемическим инсультом и с “уязвимыми” бляшками венечных сосудов [27]. Сравнительно недавно компания “Epix Pharmaceuticals” (США) синтезировала молекулы пептидного лиганда, высокоспецифического для фибрина (ЕР-2104 К), что позволило оптимизировать визуализацию и дать количественную оценку процессу локального микротромбирования на внутренней поверхности сосудов легкого, а также венечных артерий при проведении процедуры магнитнорезонансного сканирования [14, 72].

Известно, что альфа(V) бета(3)- интегрин относится к числу основных маркеров ангиогенеза и играет важную роль в молекулярных звеньях патогенеза других заболеваний человека, включая атеросклероз [43]. Альфа(V) бета (З)- интегрин является молекулой адгезии, которая имеет гетеродимерную структуру и широко экспрессирована на эндотелиоцитах, моноцитах, фибробластах и гладкомышечных клетках сосудистой стенки, а также поддерживает процессы миграции гладкомышечных клеток, межклеточного взаимодействия и ангиогенеза [13]. Оказалось, что альфа(V) бета(З)-интегрин экспрессируется только на люминальной поверхности активированного эндотелия, а не на мембране интактных эндотелиоцитов [10]. Поэтому мечение наночастицами альфа(V) бета(3)-интегрина позволяет проводить прижизненную магнитнорезонансную визуализацию молекул, ассоциированных с процессами экспрессии факторов роста, пролиферации и атеросклероза [77].

Отмечена существенная роль ангиогенеза в процессах роста атеросклеротических бляшек и их уязвимости [62, 66]. Локальные участки ангиогенеза в области vasa vasorum атеросклеротических изменений стенки аорты у кроликов (находящихся на холестериновой диете) удалось визуализировать методом магнитнорезонансного сканирования на фоне предварительного введения парамагнитных наночастиц для мечения молекул альфа(V) бета(3)-интегрина, экспресcированных на активированных эндотелиальных клетках [77]. У животных в контроле отсутствовал высокий уровень сигнала магнетизации и отмечена низкая разрешающая способность метода магнитнорезонансного сканирования. В настоящее время интенсивные исследования проводятся в области оптимизации процесса прижизненной молекулярной визуализации атеросклероза. Раннее обнаружение клеточно-молекулярных признаков высокого риска дестабилизации атеросклеротической поверхности артериальных сосудов сердца (в виде картины уязвимости атеросклеротической бляшки) и прижизненной оценки степени стратификации риска возникновения сердечно-сосудистых катастроф (коронарной уязвимости пациента) продолжают оставаться важнейшими проблемами кардиологической науки [63]. В этом контексте молекулярная визуализация является полезным инструментом исследования молекулярных звеньев патогенеза атеросклероза, включая локальное воспаление, апоптоз и ангиогенез [2]. Такая структурная трансформация, как высокий риск возникновения разрывов фиброзной покрышки атеросклеротической бляшки, сегодня может быть успешно отслежена в прижизненных условиях методами магнитнорезонансной томографии, компьютерной томографии, а также внутрисосудистой ультразвуковой и оптической визуализацией [2-4, 6], что позволяет наиболее точно оценить анатомическую характеристику бляшко-ассоциированной атеросклеротической поверхности сосудов. Однако лишь молекулярная визуализация позволяет оптимизировать диагностику степени активности альтеративных процессов на атерогенной поверхности венечного сосуда и обосновать реальный прогноз возможного развития осложнений атеросклероза.

Подробно изучена активация макрофагов в качестве клеточных эффектов воспаления при атеросклерозе, а их присутствие идентифицировано как предиктор высокого риска его развития [63]. Поэтому непосредственная визуализация степени активности макрофагов является важным методом прижизненной оценки степени локального воспаления при атеросклерозе. Установлено, что парамагнитные наночастицы окиси железа связываются с макрофагами атеросклеротически измененной сосудистой стенки и преимущественно накапливаются в бляшках а. carotis [46, 67]. В этих, независимо выполненных исследованиях, при проведение каротидной эндартеректомии предшествующее магнитнорезонансное сканирование на фоне введения наночастиц позволило визуализировать участки локального воспаления в пределах атеросклеротической бляшки. Патогистологический контроль подтвердил данные магнитнорезонансной визуализации, что указывало на преимущественное повышение сигналов магнетизации в области бляшек по сравнению с окружающими структурами сосудистой стенки. Более тонкие клеточно-молекулярные механизмы атеросклеротического процесса были раскрыты при использовании методики магнитофлюоресценции [47]. Будущие успехи в этой области ожидаются в связи с применением молекулярных контрастных соединений, тропных к окисленным липопротеинам низкой плотности, активированным макрофагам и молекулам клеточной адгезии-1 (VСАМ-1) стенки сосуда [67].

Прижизненную визуализацию апоптоза эндотелиоциотов и гладкомышечных клеток стенки сосудов удалось осуществить методом радиоактивного мечения белка - аннексина [8]. Оказалось, что выявление апоптозных клеток в участках атеросклероза может быть достигнуто с помощью модифицированной методики молекулярной визуализации [63]. Применение радиомеченого аннексина А5 позволило оценить степень развития апоптоза у больных с инфарктом миокарда [36], а также в тканях сердечного трансплантата после пересадки сердца [64]. Радиомеченый аннексин А5 вводили четырем пациентам с атеросклеротическим поражением а. carotis [44]. У первых двух из них возобновились транзиторные ишемические атаки и элевация аннексии А5-зависимого ядерного сигнала на фоне патогистологически подтвержденных процессов макрофагальной инфильтрации и развития внутрибляшечных геморрагий. У двух других больных, при отсутствии выраженных клинических проявлений, не выявлено достоверных признаков аннексин А5-зависимой картины визуализации, а патогистологические данные свидетельствовали о достаточной степени стабильности атеросклеротического процесса [44].

Визуализацию активности провоспалительных энзимов проводили методом NIRF ("Near-Infrared Fluorescence" probe) [19, 74]. Наличие ферментов протеолиза атеросклеротических бляшек, в частности - матриксных металлопротеиназ и катепсинов, свидетельствовало об альтерации фиброзной покрышки [57]. В рамках вышеизложенных представлений, отдельные протеаза-чувствительные визуализирующие контрастные наночастицы способствовали формированию оптимального изображения процесса протеолиза в тканях [15, 68, 74] или детализации особенностей коагуляционного каскада при атеросклерозе [38]. В сообщении [19] отмечены возможности применения NIRF-зонда, активированного протеазой, в качестве потенциального агента молекулярной визуализации. Это соединение способствовало формированию минимума флюоресценции (свечение) окружающих макрофаги структур. После катепсин В-медиированного расщепления зонда и выхода флюорохрома наружу, NIRF-сигналы флюоресценции трансформировались в достаточно яркое свечение белковых структур [74]. Этот принцип используется для визуализации макрофаг- и катепсин В-зависимых процессов локального воспаления в участках атеросклеротических изменений [19]. При этом детектирование NIRF-сигналов, ассоциированных с атеросклерозом, проводят с применением метода флуоресцентной молекулярной томографии [65]. В последнее время успешную активацию молекулярных зондов удалось осуществить при использовании внутрисосудистой NIRF-ассоциированной катетеризации сердца [38].

Наночастицы - эффективные метки кардиомиоцитоподобных стволовых клеток

Наиболее эффективными метками молекул-мишеней стволовых клеток (СК) явились получившие распространение в последние годы магнитодендримеры (МД), в частности МД-100 [18]. Они представляют собой комплексы наночастиц окиси железа, присоединенные к карбоксилированным дендримерам (4-5-й генерации). Известна способность дендримеров обеспечивать надежную трансфекцию олигонуклеотидов в клетку [23]. Высокая насыщаемость полимерами участков клеточной мембраны в месте их присоединения инициирует мембранный биндинг ("bending") – ее выпячивание внутрь клетки и развитие механизма эндоцитоза [79]. СК взятые от мыши, крысы и человека могут сравнительно просто быть помечены простым прибавлением к среде МД-100 с концентрацией окиси железа 10-25 мг Fе/мл [18]. Причем перечень различных клеточных линий, подлежащих мечению МД-100, не лимитирован и включает: фибробласты, прогениторные мышечные клетки и стволовые клетки у мышей, олигодендроглиальные прогенеторные клетки у крыс, кардиомиоцитоподобные и эмбриональные СК у человека. Все выше перечисленные линии клеток отличаются достаточно высокой степенью накопления магнитнорезонансных контрастных наночастиц в пределах эндосом, демонстрируя неселективную природу ретенции в них МД-100 [18, 73].

Сравнительно недавно [28, 40] был разработан новый метод магнетизации СК, основанный на использовании молекулярных конструкций в составе агентов для осуществления трансфекции и USPIO-наночастиц, в частности Feridex [40] или Sinerem [35]. После присоединения этих комплексов к клеткам культуры, трансфцерующие агенты осуществляли эффективную “челночную” передачу USPIOs в СК путем образования эндосом. В настоящее время препараты для трансфекции находятся на разных стадиях клинических испытаний и включают следующие коммерческие образцы: дендример ("Superfest"); поли-L-лизин ("PLL") ("Lipofestamin") [24, 61], ("Fugene") [17], а также ряд других соединений.

Мечение СК препаратом PLL-Feridex позволяет достигнуть уровня накопления наночастиц окиси железа в диапазоне 10-25 пг Fe в клетке [28]. В то же время показано, что мечение препаратом PLL-Feridex не оказывало влияния на выживаемость и пролиферативную активность мезенхимальных и кардиомиоцитоподобных СК человека [28, 49], а также не оказывало отрицательного воздействия на дифференцировку мезенхимальных СК в кардиомиоциты, адипоциты и остеоциты [48, 49].

Сегодня становится очевидным тот факт, что центральным звеном будущих лечебных программ использования методов трансплантации СК в кардиологии могут стать проблемы контроля миграции СК от места их введения к очагу поражения, а также оценка их жизнеспособности на протяжении длительного периода времени после трансплантации, связанной с регенеративными свойствами СК. Достаточно отчетливо обозначилось направление исследований по пересадке и визуализации стволовых и прогениторных клеток (in vivo) с целью клеточной репарации в пределах ишемизированных тканей после перенесенного инфаркта миокарда (ИМ) у человека [5, 11]. Оно включает ведение гематопоэтических СК костного мозга, эндотелиоцитоподобных, кардиомиоцитоподобных СК, а также - мезенхимальных СК и миогенных сателлитных клеток [5]. Все из выше перечисленных линий клеток могут способствовать развитию стромы органа, поддержки неоангиогенеза и образования новых функционирующих кардиомиоцитов, взамен погибших [1]. Это позволило на модели ИМ у собак и морских свинок оценить состояния магнитнорезонансной чувствительности кардиомиоцитоподобных СК после их внутримиокардиального введения [26, 37, 49, 71], а также после их введения в периферический кровоток [53, 71].

Появилась надежда на то, что визуализации процесса миграции, приживления и дифференцировки мезенхимальных СК будет достаточно длительной, на протяжении многих месяцев после трансплантации, а также отслеживания места нахождения СК с одновременной магнитнорезонансной визуализацией миокардиальных функций и диагностикой изменений в зоне ИМ.

Так, СК ассоциированный трансмиграционные события в эксперименте на крупных лабораторных животных (собаки, свиньи) после пересадки СК (под контролем рентгенофлюоресценции и магнитнорезонансного сканирования) сходны с процессом дистанционирования СК, визуализируемым у человека. Кроме того, применяемые протоколы магнитнорезонансной визуализации на крупных животных в эксперименте оказались практически идентичными условиям 1,5 Т магнитнорезонансного сканирования у человека и показали возможность и необходимость проведения, отсутствующих до настоящего времени, многоцентровых рандомизированных исследований по безопасности использования СК-ассоциированых наночастиц в клинике. Меченые флуоресцентными частицами окиси железа в условиях эксперимента на крупных животных мезенхемальные СК удалось визуализировать в миокарде в виде участков гипоинтенсивного магнитнорезонансного изображения при напряженности магнитного поля 1,5 Т [37]. Через 3 нед участки гипоинтенсивности были отчетливо различимы и отличались устойчивой магнитнорезонансной визуализацией в миокарде еще на протяжении 12 нед послетрансплантационного периода наблюдения.

В аналогичной работе [49] проведение процедуры трансэндокардиальной Feridex-PLL-ассоциированной магнетизации мезенхимальных СК способствовало расширению (на 15 %) участков гипоинтенсивности спустя 1 нед после клеточной трансплантации, что согласовывалось со снижением контрастности изображения на 24 % и свидетельствовало об активации процесса миграции мезенхимальных СК. Ко-мечение мезенхимальных СК МР-контрастными наночастицами с флуоресцентными маркерными молекулами позволило получить согласованные с проведенным патогистологическим анализом данные о ретенции существенно большего количества наночастиц окиси железа в СК в месте инъекции, чем в фагоцитах по периферии. Существенным недостатком рентгенофлюоресцентного контроля доставки СК в очаг повреждения для клеточной кардиомиопластики является его неспособность определить эффективность выполнения трансплантации СК. Поэтому использование магнитнорезонансного сканирования с контрастным усилением [49] позволило устранить этот недостаток и провести неинвазивную (с высоким пространственным разрешением) визуализацию заключительных этапов миграции СК в пределах инфарцированных очагов миокарда.

И наконец, специальный магнитнорезонансный контрастный катетер был использован с целью прицельной доставки СК (меченых МР-контрастными наночастицами) в зону инфаркт-зависимой венечной артерии с терапевтической целью [41, 55]. Магнитнорезонансная контролируемая катетерная доставка Feridex-меченых мезенхимальных СК позволяла визуализировать специфические молекулы-мишени по периферии зоны инфарктизации, в перинфарктных участках миокарда с интенсивным развивающимся апоптозом кардиомиоцитов. При этом визуальная трансформация участков гипоинтенсивности из яйцевидной в линейные формы на магнитнорезонансных сканограммах, по мнению авторов [49], могла свидетельствовать о локальной миграции СК в зону ИМ, ее регистрировали в течение 8 нед наблюдения после клеточной трансплантации.

В целом, данные литературы по магнитнорезонансной контрастной визуализации процесса миграции мезенхимальных и кардиомиоцитоподобных СК крайне ограничены, а материалы по применению других методов (компьютерной томографии, ультразвуковой диагностики, ОКТ) контраст-ассоциированной визуализации дистанцирования СК не выявлены. Кроме того, результаты полученные в единичных центрах, пока слабо воспроизводятся другими последовательными лабораториями. К тому же имеют место различные технологические и методические ограничения метода применения магнитнорезонансных контрастах наночастиц окиси железа для молекулярной и клеточной визуализации [75]. Среди них — снижение интенсивности магнетизации активированных наночастицами молекулярных мишеней, которое возникает по типу образования ("black holes" - черных дыр) в результате: 1) помех, наведенных непосредственно анатомическим форматом изображения в тканях при наложении сканограмм пре- и послеконтрастной визуализации; 2) возникновения дискриминационных отношений между магнитнорезонансным контрастным изображением молекул-мишеней и клеточных мишеней (в том числе по причине неадекватного использования импульсных последовательностей при магнитнорезонансном сканировании). Отмечено, что применение новой SPGR (“white marker") импульсной последовательности позволит повысить позитивный визуализующий потенциал SPIO-контрастных СК [76]. К тому же обнаружено, что магнитнорезонансная контрастная визуализация клеточных мишеней перманентна, в то время как саморепликация репортерных генов (в частности Lac Z) происходит на фоне “растворения” их меток благодаря процессам роста и дифференцировки. Это приводит к тому, что магнитнорезонансная контрастная визуализация генов на основе применения наночастиц окиси железа остается пока несовершенной как in vitro, так in vivo [18], что инициирует поиск новых, более эффективных методов для визуализации экспрессии репортерных генов СК.

Выводы

Молекулярная визуализация в медицине — интенсивно развивающаяся область знаний, которая может повысить интерес практических врачей к молекулярным основам патогенеза многих заболеваний человека. В работе предпринята первая попытка оценки релевантности применения нанотехнологий для визуализации в кардиологии. Существенный интерес следует ожидать в создании мультимодальных наночастиц, усиливающих контрастность изображения, а также технических средств и алгоритмов оптимизации методов визуализации молекулярных процессов, что позволит повысить эффективность методов молекулярной терапии в кардиологии.

Литература

1. Дынник О.Б., Залесский В.Н. Апоптоз и инфаркт миокарда: роль стволовых клеток в регенерации мышцы сердца // Укр. кардіол. журнал. - 2005. - № 3. - С. 127-131.
2. Дынник О.Б., Залесский В.Н. Внутрикоронарная ультразвуковая томографическая визуализация // Укр. мед. часопис. - 2005. - № 5(49). - С. 89-94.
3. Залесский В.Н., Дынник О.Б. Визуализация кальциноза методом спиральной компьютерно-томографической коронароангиографии // Укр. мед. часопис. - 2006. - № 3(53). - С. 78-83.
4. Залесский В.Н., Дынник О.Б. Внутрисосудистая оптическая когерентная томография // Укр. мед. часопис. - 2005. - № 6(50). - С. 42-47.
5. Залесский В.Н., Дынник О.Б. Эндотелиоцитоподобные стволовые клетки и их антиишемический потенциал // Кровообіг та гемостаз. - 2004. - № 2-3. – С. 20-26.
6. Залесский В.Н., Дынник О.Б. Магнитнорезонансная коронароангиография // Укр. кардіол. журнал. - 2006. - № 2. - С. 103-107.
7. Залесский В.Н., Дынник О.Б. Молекулярная визуализация в медицине: проблемы и перспективы // Укр. мед. часопис. - 2005. - № 2(46). - С. 76-83.
8. Залесский В.Н., Фильченков А.А., Дынник О.Б. Методы визуализации апоптоза // Журнал АМН Украины. - 2004. - № 10(2). - С. 326-328.
9. Ahrens E.T., Flores R., Xu H. et al. In vivo imaging platform for tracking immunotherapeutic cells // Nat. Biotech. - 2005. - Vol. 23. - P. 983-987.
10. Anderson S.A., Rader R.K., Westlin W.F. et al. Magnetic resonance contrast enhancement of neovasculature with alpha(v) beta(3)-targeted nanoparticles // Magn. Reson. Med. - 2002. - Vol. 44. - P. 433-439.
11. Assmus B., Schachinger V., Tenpe C. et al. Transplantation of progenitor cells and regeneration enhancement in acute myocardial infarction (TOPCARE–AMI) // Circulation. - 2002. - Vol. 106. - P. 3009-3017.
12. Barone P.W., Baik S., Heller D.A. et al. Near-infrared optical sensors based on single- walled carbon nanotubes // Nat. Mater. - 2005. - Vol. 4. - P. 86-92.
13. Bishop Q.Q., Mc Pherson J.A., Sanders J.M. et al. Selective alpha(v) beta (3)-receptor blockade reduced macrophage infiltration and restenosis after balloon angioplasty in the atherosclerotic rabbit // Circulation. - 2001. - Vol. 103. - P. 1906-1911.
14. Botnar R.M., Buccker A., Wiethoff A.J. In vivo magnetic resonance imaging of coronary thrombosis using a fibrin-binding molecular magnetic resonance contrast agent // Circulation. - 2004. - Vol. 110. - P. 1463-1466.
15. Bremer C., Tung C.H., Wiessleder R. In vivo molecular target assessment of matrix metalloproteinase inhibition // Nat. Med. - 2001. - Vol. 7. - P. 743-748.
16. Britz-Cunningham S.H., Adelstein S.J. Molecular targeting with radionuclide: state of the science // J. Nucl. Med. - 2003. - Vol. 44. - P. 1945-1961.
17. Bulte J.W., Duncan I.D., Frank J.A. In vivo MR tracking of magnetically labeled cells // J. Cerebr. Blood Flow. Metabol. - 2002. - Vol. 22. - P. 899-907.
18. Bulte J.M., Duglas T., Witner B. et al. Magnetodendrimers a low endosomal magnetic labeling and in vivo tracking of stem cells // Nat. Biotechnol. - 2001. - Vol. 19. - P. 1141-1147.
19. Chan J., Tung C.H., Mahmood V. et al. In vivo imaging of proteolytic activity in atherosclerosis // Circulation. - 2002. - Vol. 105. - P. 2766-2771.
20. Cherukuri P., Bachilo S.M., Litovsky S.H. et al. Near-infrared fluorescence microscopy of single -walls carbon nanotubes in phagocytic cells // J. Amer. Chem. Soc. - 2004. - Vol. 126. - P. 15638-15639.
21. Chondhury R.P., FusterV., Fayad Z.A. Molecular, cellular and functional imaging of atherotrombosis // Nat. Rev. Drug. Discov. - 2004. - Vol. 3. - P. 913-925.
22. Coristine A., Foster p., Deoni S.C. et al. Positive contrast labeling of SPIO loaded stem cell samples // Proc. Int. Soc. Magn. Reson. Med. – 2004. - Vol. 12. - P. 163-167.
23. Cuyper M., Bulte J.M. Focus on Biotechnology. - Vol. 7. - Dordrecht: Kluwer Academic, 2001. - P. 307.
24. Daldup-Link H.E., Rudelins M., Dostendorp R.A. Targeting of hematopoetic progenitor cells with MR contrast agents // Radiology. – 2003. – Vol. 228. - P. 760-767.
25. Demos S.M., Alkan-Onynksel H., Kane B.J. et al. In vivo targeting of acoustically reflective liposome for intravascular and transvascular ultrasonic enhancement // J. Amer. Coll. Cardiology. – 1999. – Vol. 33. – P. 867-875.
26. Dick A.J., Guttmann M.A., Raman V.K. et al. Real time MRI enables targeted injection of labeled stem cells to the border of resent porcine myocardial infarction based on functional and tissue characteristics // Proc. Int. Sol. Magn. Reson. Med. – 2003. – Vol. 11. – P. 365-367.
27. Flacke S., Fischer S., Scott M.J. et al. Novel MRI contrast agent for molecular imaging of fibrin: implication for detecting vulnerable plaques // Circulation. – 2001. – Vol. 104. – P. 1280-1285.
28. Frank J.A., Miller B.R., Arbab A.S. et al. Clinically applicable labeling of mammalian and steam cells by combining super paramagnetic iron oxides and transfection agents // Radiology. – 2002. – Vol. 228. – P. 480-487.
29. Frias J.C., Williams K.J., Fisher E.A. et al. Recombinant HDL-like nanoparticles: a specific contrast agent for MRI of atherosclerotic plaques // J. Amer. Chem. Soc. – 2004. – Vol. 126. – P. 16316-16317.
30. Gao X., Nie S. Quantum dot-encoded beads // Methods Mol. Biol. – 2005. – Vol. 303. – P. 61-71.
31. Hawker C. J., Wooley K.L. Convergence of synthetic organic and polymer chemistries // Science. - 2005. - Vol. 309. - P. 1200-1205.
32. Hamilton A., Huang S.L., Warnick D., et al. Intravascular ultrasound molecular imaging of atheroma components in vivo // J. Amer. Coll. Cardiology. - 2004. - Vol. 43. - P. 453-460.
33. Hamilton A., Huang S. L., Warnick D. et al. Left ventricular thrombus enhancement after intravenous injection of echogenic immuno liposomes: studies in a new experimental models // Circulation. – 2002. - Vol. 105. - P. 2772-2778.
34. Herschman H.B. Molecular imaging: looking at problems, seeing solution // Science. -2003. - Vol. 382. - P. 605-608.
35. Hoehn M., Kustermann E., Blunk J. et al. Monitoring of implanted steam cells migration in vivo: a highly resolved in vivo MRI investigation of stroke // Proc. Natl. Sci. USA. - 2002. - Vol. 99. - P. 16267-16272.
36. Hofstra L., Leim I.H., Dumont E.A. et al. Visualization of cells death in vivo in patients with acute myocardial infarction // Lancet. - 2002. - Vol. 356. - P. 209-212.
37. Hill J.M., Dick A.J., Raman V.K. Serial cardiac MRI of injected mesenchymal stem cells // Circulation. - 2003. - Vol. 108. - P. 1009-1014.
38. Jaffer F.A., Weissleder R. Seeing within: molecular imaging of the cardiovascular system // Circ. Res. - 2004. - Vol. 94. - P. 433-445.
39. Jaffer F.A., Tung C.H., Gersztein R.E. In vivo imaging of thrombin activity in experimental thrombi with thrombin-sensitive near-infrared molecular probe // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. - 2002. - Vol. 22. - P. 1929-1935.
40. Kalish H., Arbab A.S., Miller B.R. et al. Combination of transfection agents and MR contrast agents for stem cells imaging: relationship between relaxivities, electrostatic forces and clinical composition // Magn. Reson. Med. - 2003. - Vol. 50. - P. 275-282.
41. Karmarkar P.V., Kraichman D.L., Izbudak I. et al. MR trackable intramyocardial injection catheter // Magn. Reson. Med. - 2004. - Vol. 51. - P. 163-1172.
42. Kelly K.A., Allport J.R., Tsourkas A. et al. Detection of vascular adhesion molecule-1 expression using a novel multimodal nanoparticles // Circ. Res. - 2005. - Vol. 96. - P. 327-336.
43. Kerr J.S., Monsa S.A., Slee A.M. Alpha (v) beta (3) integrin in angiogenesis and restenosis // Drug News Perspect. - 2001. - Vol. 14. - P. 143-150.
44. Kietselaer B.L., Rentelingsperger C.P., Heidendal G.A. et al. Noninvasive detection of plaque instability with use of radio labeled annexin A5 in patients with carotid artery atherosclerosis // New Engl. J. Med. – 2004. – Vol. 350. – P. 1472-1473.
45. Kobayashi H., Kawamoto S., Josk. et al. Macromolecular MRI contrast agents with small dendrimers: pharmacokinetic differences between sizes and cores // Bioconj. Chem. - 2003. – Vol. 14. – P. 388-394.
46. Kolodgie F.D., John M., Khurana C. et al. Sustained reduction of in-stent neointimal growth with the use of novel systemic nanoparticle paclitaxel // Circulation. - 2002. – Vol. 106. – P. 1195-1198.
47. Kooi M.E., Cappendijk V.S., Clentjens K.N. et al. Accumulation of ultrasmall super paramagnetic particles of iron oxide in human atherosclerotic plaques can be detected by in vivo magnetic resonance imaging // Circulation. - 2003. – Vol. 107. – P. 2453-2458.
48. Kostura L., Kraitchmann D. L., Mackay A.M. et al. Feridex labeling of mesenchymal stem cells inhibit chondrogenesis but not adipogenesis or osteogenesis // NMR in Biomed. - 2004. – Vol. 17. – P. 513-157.
49. Kraitchmann D.L., Heldman A.W., Alatar E. et al. In vivo MR imaged of mesenchymal stem cells in myocardial infarction // Circulation. - 2003. – Vol. 107. – P. 2290-2293.
50. Lanza G.M., Wickline S.A. Targeted ultrasonic contrast agents for molecular imaging and therapy // Curr. Prob. Cardiology. - 2003. – Vol. 28. – P. 625-653.
51. Lanza G.M., Abendschein D.R., Hall C.S. et al. In vivo molecular imaging of stretch-induced tissue factor carotid arteries with ligand-targeted nanoparticles // J. Amer. Soc. Echocardiogr. - 2000. – Vol. 13. – P. 608-614.
52. Lanza G.M., Tronsil R.L., Wallace K.D. et al. In vitro characterization of a novel tissue-target ultrasonic contrast system with acoustic microscopy // J. Acoust. Soc. Amer. - 1998. – Vol. 104. - P. 3665-3672.
53. Lanza G.M., Wallace K.D., Scott M.J. et al. A novel site-targeted ultrasonic contrast agent with broad biomedical application // Circulation. - 1996. - Vol. 95. – P. 3334-3340.
54. Lanza G.M., Yu X., Winter P.M. et al. Targeted antiproliferative drug delivery to vascular smooth muscle cells with an MRI nonoparticle contrast agent // Circulation. -2002. – Vol. 106. – P. 2842-2847.
55. Ledermann R.J., Guttmann M.A., Peters D.C. et al. Catheter-based endomyocardial injection with real-time magnetic resonance imaging // Circulation. - 2002. – Vol. 105. –P. 1282-1284.
56. Li H., Gray B.D., Gorbin I. et al. MR and fluorescent imaging of low-density lipoprotein receptors // Acad. Radiol. - 2004. – Vol. 11. – P. 1251-1259.
57. Libby P. Inflammation in atherosclerosis // Nature. - 2002. - Vol. 420. – P. 868-874.
58. Loo C., Lin A., Hirsch L. et al. Nan shell-enabled photonics-based imaging and therapy // Technol. Can. Res. Treat. - 2004. – Vol. 3. – P. 33-40.
59. Massond T.F., Gambhir S.S. Molecular imaging in living subjects: seeing fundamental biological processes in a new light // Genes Dev. - 2003. – Vol. 17. – P. 545-580.
60. Morawski A.M., Winter P.M., Crower K.C. et al. Targeted nanoparticles for quantitative imaging of sparse molecular epitomes with MRI // Magn. Reson. Med. -2004. – Vol. 51. – P. 480-486.
61. Moore A., Josephson L., Bhozade R. et al. Human transferring receptor gene as a marker gene for MR imaging // Radiology. - 2001. – Vol. 221. - P. 244-250.
62. Moulton K.S., Heller E., Konerding M.A. et al. Angiogenesis inhibitors endostatin or TNP-470 reduce intimal neovascularization and plaque growth in apoliprotein E deficient mice // Circulation. - 1999. – Vol. 99. – P. 277-284.
63. Naghavi M., Libby P., Falk E. et al. From vulnerable plaque to vulnerable patients: a call for a new definitions an risk assessment strategies // Circulation. - 2003. – Vol. 108. – P. 1664-1672.
64. Narula J., Acio E.R., Narula N. et al. Annexing V imaging for noninvasive detection of cardiac allograft rejection // Nat. Med. - 2001. – Vol. 7. - P. 1347-1352.
65. Ntziachristos V., Tung C.H., Bremer C. et al. Fluorescence molecular tomography resolves protease activity in vivo // Nat. Med. - 2002. – Vol. 8. – P. 757-760.
66. Tenaglia A.H., Peters K.G., Scetch M.H., Annex B.N. Neovascularization in atherectomy specimens from patients with unstable angina: implication for path genesis of unstable angina // Amer. Heart J. - 1998. – Vol. 135. – P. 10-14.
67. Trivedi R.A., Kinglm J.M., Graves M.J. et al. In vivo detection of macrophages in human carotid atheroma: temporal dependence ultra small super paramagnetic particles of iron oxide-enhanced MRI // Stroke. - 2004. – Vol. 35. – P. 1631-1635.
68. Tung C.H., Mahmood V., Bredow S. In vivo imaging of proteolytic enzyme activity using a novel molecular reporter // Can. Res. - 2000. – Vol. 60. – P. 4953-4958.
69. Sato N., Kobayashi H., Hiraga A. et al. Pharmacokinetics and enhancement patterns of macromolecular MR contrast agents with various sizes of polyamidoamine dendrimers cores // Magn. Reson. Med. - 2001. – Vol. 46. – P. 1169-1173.
70. Sipkins D.A., Cheresh D.A., Karemi M.R. et al. Detection of angiogenesis in vivo by alpha V beta 3 targeted magnetic resonance imaging // Nature Med. - 1998. – Vol. 4. –P. 623-626.
71. Sorger J.M., Despress D., Schimel D. et al. MRI tracking of stem cells homing to myocardial infarction // Proc. Int. Soc. Magn. Reson. Med. - 2003. – Vol. 11. – P. 364-367.
72. Spuentrup E., Fausten B., Kirzel S. et al. Molecular magnetic resonance imaging of atrial clots in a swine model // Circulation. - 2005. – Vol. 111. – P. 1317-1320.
73. Walter G.A., Cahil K.S., Huard J. et al. Noninvasive monitoring of stem cell transfer for muscle disorders // Magn. Reson. Med. - 2004. – Vol. 51. – P. 273-277.
74. Weissleder R., Tung C.H., Mahmood V. et al. In vivo imaging with protease-activated near-infrared fluorescence probe // Nat. Biotechnol. - 1999. – Vol. 17. – P. 375-378.
75. Wickline S.A., Lanza G.M. Molecular imaging, targeted therapeutic and nanoscience // J. Cell Biochem. - 2002. – Vol. 39. – P. 90-97.
76. Wickline S.A., Lanza G.M. Nanotechnology for molecular imaging and target therapy // Circulation. - 2003. - Vol. 107. – P. 1092-1095.
77. Winter P.M., Morawski A.M., Caruthers S.D. et al. Molecular imaging of angiogenesis in early-stage atherosclerosis with alpha V beta 3-integrin-targeted nanoparticles // Circulation. - 2003. – Vol. 108. – P. 2270-2274.
78. Yu X., Caruthers S.D., Love S.M. et al. Rapid and sensitive thrombus detection with a fibrin-targeted nanoparticled MRI contrast agent // Circulation. - 2002. – Vol. 104. – P. 1635-1638.
79. Zang Z-Y., Smith B.D. High-generation polycationic dendrimers are usually effective at disrupting anionic vesicles: membrane bending model // Bioconjung. Chem. - 2000. – Vol. 11. – P. 805-814.

Поступила 22.12.2006 г.

Molecular medicine: applications of nanotechnology for molecular visualization in cardiology

V.N. Zalessky, O.B. Dynnyk

The role of nanotechnology in molecular visualization in cardiology is expanding rapidly. The goal of this review is to illustrate applications of nanosystems that have been applied to the areas of atherosclerosis, thrombosis and angiogenesis. The technologies of producing targeted nanosystems are continuously improved in diagnostic cardiology. The results obtained to date indicate rapid growth of interest in this field. The future of cardiovascular medicine is already being impacted by nanosystems that can both diagnose pathology and treat it with targeted delivery systems.